Le Coxsackievirus B3 (CVB3) est un entérovirus de la famille des Picornaviridae. Après liaison au récepteur du coxsackievirus et de l’adénovirus (6, 64), l’ARN viral pénètre dans le cytoplasme, où il est traduit en une seule polyprotéine par la machinerie de traduction de l’hôte. La polyprotéine est ensuite traitée protéolytiquement par des protéases virales pour produire toutes les protéines structurales et non structurales virales. L’ARN polymérase ARN-dépendante codée par le virus transcrit les ARN viraux à brin négatif, qui servent de modèles pour la synthèse de génomes de descendance multiples. Après conditionnement viral, le virus est libéré, potentiellement sous l’influence de la protéine 2B codée par le virus (67). Au cours du processus réplicatif et de la libération de la progéniture virale, l’effet cytopathique (CPE) se produit et la cellule hôte est blessée, avec une perte éventuelle de viabilité.

Les processus cellulaires de plusieurs hôtes sont modifiés lors de la parasitation du picornavirus. La protéine virale 2Apro clive directement le facteur d’initiation eucaryote 4 gamma (eIF4G). Le clivage de ce facteur d’initiation de la traduction abolit non seulement la traduction de l’ARNm cap-dépendante (19); on pense que les produits de clivage stimulent la traduction de l’ARNm non coiffé, comme le génome non cellulaire du picornavirus (43), qui utilise un nouveau mécanisme d’entrée interne du ribosome pour commencer la traduction des protéines (31, 76). Les protéines de poliovirus 2Apro et 3Cprohont été montrées pour cliver la protéine de liaison à TATA, avec 3Cpro arrêtant également la transcription des ARN polymérases I, II et III (11, 72, 74). Les facteurs de transcription TFIIIC (10), CREB (73) et Oct-1 (75) sont également clivés par 3Cpro lors d’une infection à picornavirus. Il a été démontré que la protéine CVB3 2B modifie le réticulum endoplasmique et la perméabilité de la membrane plasmique (14), provoquant une augmentation de la concentration de calcium libre cytosolique (28, 67) et des lésions membranaires qui peuvent faciliter la libération de la progéniture virale. Les gradients ioniques s’effondrent (40, 52) et l’activité phospholipase est altérée (24, 29). L’infection par CVB3 des cellules HeLa entraîne la phosphorylation de la tyrosine de deux protéines cellulaires à 4 h après l’infection, et l’inhibition de ces phosphorylations réduit considérablement la production de progéniture virale (27). Il est clair que l’infection est un processus cellulaire dynamique dans lequel des interactions opportunes entre les protéines virales et hôtes déterminent le résultat pour le virus et les cellules hôtes.

Il est maintenant clair que les protéases à cystéine de la famille des enzymes caspases sont des molécules effectrices clés dans la mort cellulaire apoptotique. Une fois activées, les caspases clivent des substrats spécifiques, y compris la poly (ADP-ribose) polymérase (PARP) (35), le facteur de fragmentation de l’ADN (DFF) (37), la gelsoline (34), la lamine A (58), les protéines de liaison aux éléments régulateurs des stérols (68), l’α-fodrine (12, 66), la kinase d’adhésion focale (71) et le mdm2 (18), parmi beaucoup d’autres. De tels événements de clivage entraînent des modifications importantes des processus cellulaires homéostatiques normaux et des changements morphologiques et structurels cellulaires correspondants.

De nombreux virus possèdent des mécanismes biochimiques pour échapper et / ou induire l’apoptose dans les cellules dans lesquelles ils résident (pour les revues, voir les références 49 et 60). Différents virus interagissent à différents stades de la voie de mort apoptotique. Les virus ont développé des stratégies ciblant le complexe de signalisation du ligand Fas-Fas ou du facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α)–récepteur du TNF, la famille des régulateurs Bcl-2 ou la famille des bourreaux caspases (49, 60). Les mécanismes de mort des cellules infectées par CVB3 restent à déterminer; cependant, il existe des preuves morphologiques limitées concernant l’induction de l’apoptose dans les cellules infectées par le picornavirus. Les preuves obtenues avec le virus de l’encéphalite murine de Theiler (32, 65) et le poliovirus (63) ont indiqué que les cellules infectées par le picornavirus subissent une apoptose, sur la base de critères morphologiques, notamment la condensation nucléaire et la fragmentation de l’ADN.

Pour déterminer si les caspases sont activées et responsables du CPE observé à la suite d’une infection à CVB3, les cellules HeLa (American Type Culture Collection, Rockville, Md.) ont été soit infectés, à une multiplicité d’infection (MOI) de 5, par CVB3 (généreusement fourni par Charles Gauntt, Centre des sciences de la santé de l’Université du Texas, San Antonio), soit traités de manière fictive avec un milieu essentiel minimum (MEM) dépourvu de sérum fœtal bovin (FBS) pendant 45 min. Les cellules ont été lavées avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), puis du MEM complet contenant 10% de FBS a été substitué. Un contrôle positif de l’apoptose est constitué de cellules HeLa traitées avec le cycle monoacide A (BPD-MA) dérivé du benzoporphyrine photosensibilisant pendant 1 h, puis exposées à la lumière visible comme décrit précédemment (22, 23). Les cultures ont été examinées et récoltées à 0, 1, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, et 12 h après l’infection. Les cellules ont été lavées deux fois dans du PBS froid et lysées dans 1 ml de tampon de lyse (20 mm de Tris, 137 mm de NaCl, 10% de glycérol, 1% de Nonidet P-40, 1 mM de fluorure de phénylméthylsulfonyle, 0,15 U d’aprotinine par ml) par zone de culture de 75 cm2. Après une incubation de 20 min sur glace, les surnageants ont été collectés après centrifugation à 10 000 ×g et stockés à -20°C pour des analyses biochimiques ultérieures.

Le schéma temporel de production des protéines virales CVB3, du virus de la descendance et l’évolution des modifications morphologiques dégénératives des cellules HeLa ont été examinés conjointement avec un examen des protéines de mort des cellules hôtes. Des échantillons de lysat cellulaire ont été séparés par électrophorèse sur gel de dodécylsulfate de sodium-polyacrylamide. Les protéines ont été transférées dans la nitrocellulose (membranes de nitrocellulose Hybond ECL; Amersham). Les membranes ont été incubées pendant 1 h à température ambiante dans du tampon bloquant (PBS avec 0,1% de Tween 20 et 5% de lait non gras en poudre). Après deux lavages en tampon de lavage (PBS avec 0.1% Tween 20), les membranes ont été incubées avec des anticorps contre CVB3 (anti-CVB3 polyclonal de lapin, 1:1000; Produits chimiques précis). Les membranes ont été lavées trois fois dans du tampon de lavage et incubées avec un anticorps secondaire d’immunoglobuline anti-lapin d’âne (Amersham). Les membranes ont été lavées trois fois et les immunoglobulines secondaires conjuguées à la peroxydase de raifort ont été détectées par la méthode de chimiluminescence améliorée (ECL, Amersham) et exposées à un film d’autoradiographie Hyperfilm (Amersham). Des augmentations significatives de la synthèse des protéines virales ont pu être détectées entre 3 et 5 h après l’infection (Fig.1B). Les protéases virales clivent les protéines virales ainsi que les protéines hôtes tôt après l’infection. Par analyse immunoblot avec des anti-eIF4G monoclonaux de souris (1: 1 000; Laboratoires de transduction), il a été constaté que l’eIF4G est clivé par la protéase virale 2A à partir de 1 h après l’infection, avec une perte supplémentaire de détection de la protéine de 220 kDa à 5 h après l’infection (Fig. 1C). La quantité de CVB3 dans le surnageant cellulaire (virus libéré) a été déterminée sur des monocouches de cellules HeLa par la méthode de dosage de plaque de superposition de gélose telle que décrite précédemment (3). Brièvement, le surnageant d’échantillon a été dilué en série 10 fois, les dilutions ont été superposées sur 90 à 95% de monocouches confluentes de cellules HeLa dans des plaques à six puits (Costar) et les cellules superposées ont été incubées pendant 1 h (5% de CO2, 37 ° C). Le milieu contenant le virus non lié a été retiré et du MEM complet chaud contenant de la gélose à 0,75% a été recouvert dans chaque puits. Les plaques ont été incubées 36 à 48 h (5% de CO2, 37°C), fixées avec le fixateur de Carnoy (acide éthanol–acétique à 95%), et colorées avec 1% de violet cristallin. Le virus de la descendance était présent dans le surnageant à des niveaux basaux entre 1 et 5 h. 6 h après l’infection, il y avait une augmentation détectable des niveaux de virus surnageants et la production exponentielle de virus a commencé à 9 h après l’infection, comme déterminé par des tests de plaque (Fig. 1 BIS). Les cellules HeLa ont présenté des changements morphologiques marqués, y compris la condensation cellulaire, l’arrondi et la libération de la monocouche de culture, entre 6 et 7 h après l’infection, comme le montre la microscopie de contraste (Fig. 1D).

Pour déterminer si la machine de mort cellulaire de l’hôte est activée à la suite d’une infection à CVB3, une analyse immunoblot du lysat collecté à des moments précis a été effectuée. La caspase 3, présente dans les cellules en tant que protéine précurseur d’une masse moléculaire de 32 kDa, est une molécule primaire impliquée dans l’exécution de la mort cellulaire. En utilisant l’anti-caspase 3 monoclonale de souris (1:1 000; Laboratoires de transduction), il a été déterminé que les cellules non infectées contenaient la protéine précurseur de 32 kDa. Après l’infection à CVB3, le niveau de la protéine précurseur de 32 kDa a commencé à diminuer entre 7 et 8 h après l’infection, et il était presque complètement indétectable après 12 h après l’infection (Fig.2). Pour déterminer si la pro-caspase 3 appauvrie avait été traitée protéolytiquement à partir d’un zymogène à chaîne unique en son enzyme active à deux chaînes, des lysats de cellules HeLa ont été incubés avec des substrats fluorescents de caspase 3 comme décrit précédemment (23). Brièvement, les lysats cellulaires ont été incubés avec un tampon réactionnel (Tris 20 mM, NaCl 137 mm, Nonidet P-40 1%, glycérol 10%) contenant un substrat de caspase 3 de 100 µM, l’acétyl-Asp-Glu-Val-Asp–7-amino-4-méthylcoumarine (Ac-DEVD-AMC) (Calbiochem, Cambridge, Mass.) ou Z-Asp-Glu-Val-Asp-7-amino-4-trifluorométhylcoumarine (Z-DEVD-AFC) (Enzymes Systems Products, Livermore, Californie.). Le mélange réactionnel a été incubé à 37 ° C pendant 2 h, et l’excitation par fluorescence de l’AMC ou de l’AFC à 380 ou 400 nm, respectivement, a été mesurée à 460 ou 505 nm, respectivement, avec un cytofluoromètre 2350 (Perseptive Biosystems, Burlington, Ontario, Canada). En utilisant cette approche, l’activité de la caspase 3 était évidente 5 h après l’infection. L’augmentation de l’activité de la caspase 3 de 7 à 10 h après l’infection, lorsque le niveau maximal d’activation a été atteint, a été maintenue jusqu’à 12 h après l’infection (Fig. 2). Ce test de protéase a démontré que la caspase 3 était sous une forme active dans les cellules infectées et qu’elle était capable de traiter protéolytiquement d’autres caspases et substrats.

La caspase 3 clive des substrats spécifiques au niveau des résidus d’acide aspartique (42). PARP, une protéine nucléaire impliquée dans la réparation de l’ADN (13, 69), s’est avérée être un substrat pour la caspase 3 activée ainsi que pour d’autres caspases (35). Dans les cellules apoptotiques, le PARP est clivé à partir d’une protéine de 116 kDa, donnant des fragments de 85 et 25 kDa, déterminés avec des anticorps pour les terminaisons amino et carboxyle de la protéine, respectivement. Dans les cellules HeLa infectées par CVB3, la dégradation PARP, avec l’apparition d’un fragment de 85 kDa, a été détectable 9 h après l’infection, avec une réduction supplémentaire des niveaux du peptide de 116 kDa de 10 et 12 h après l’infection, comme déterminé par analyse immunoblot avec anti-PARP monoclonal de souris (1: 2 000; Biomol) (Fig. 3).

DFF est une protéine cytosolique qui peut être clivée par la caspase 3 (37). Une fois clivée, cette protéine libère une endonucléase qui migre vers le noyau, où elle peut cliver l’ADN au niveau des sites internucléosomiques, entraînant une fragmentation de l’ADN (16). Il a été démontré précédemment que la dégradation de l’ADN internucléosomique est une caractéristique cellulaire de l’infection à picornavirus (32). Comme déterminé en utilisant un anti-DFF polyclonal de lapin (généreusement fourni par Xiaodong Wang, University of Texas Southwestern Medical School, Dallas), le DFF est clivé à partir d’une protéine de 45 kDa, produisant un fragment de 30 kDa à partir de 9 h après l’infection, avec un traitement continu et une perte de la protéine de 45 kDa entre 10 et 12 h après l’infection (Fig. 3).

Pour déterminer si les caspases produisent directement le CPE caractéristique qui survient à la suite d’une infection à picornavirus ou sont activées à la suite des altérations morphologiques, les cellules ont été traitées avec l’inhibiteur général de la caspase benzyloxycarbonyl-Val-Ala-Asp-fluorométhylcétone (ZVAD.fmk). Une solution mère (100 mM dans le diméthylsulfoxyde) de ZVAD.fmk (Bachem) a été dilué en MEM complet à des concentrations allant de 0 à 200 µM, et les dilutions ont été incubées avec des cellules pendant 30 min avant l’infection ou le traitement léger. Après infection à CVB3, les cellules ont été lavées avec du PBS et du MEM complet contenant 10% de FBS et du ZVAD frais.fmk (0 à 200 µM) a ensuite été substitué. Il a été démontré que ce peptide inhibe l’induction d’altérations morphologiques par de multiples stimuli apoptotiques (46, 54). ZVAD.la fmk à des concentrations de 50, 100 et 200 µM bloquait à la fois l’activité de la caspase et le clivage du PARP et du DFF dans les cellules HeLa BPD-MA et traitées par la lumière (contrôle positif de l’apoptose) (Fig. 4). Dans les cellules HeLa infectées par CVB3, le clivage de PARP et de DFF a été partiellement empêché par l’inhibiteur à des concentrations de 50 et 100 µM (Fig. 4). À la concentration la plus élevée de l’inhibiteur (200 µM), il n’y avait aucune preuve de fragments de clivage PARP ou DFF dans les cellules traitées par CVB3 10 h après l’infection. Le clivage caspasique de protéines structurales telles que l’actine, la gelsoline, la lamine B et la kinase d’adhésion focale est responsable des altérations morphologiques observées suite à l’induction de l’apoptose (42, 45). À 2 h après la photoactivation du BPD-MA, les cellules HeLa étaient condensées, présentaient un blébulage membranaire important et se libéraient de la monocouche (Fig.5). À des concentrations croissantes de ZVAD.fmk, ce phénotype apoptotique n’était pas apparent, les cellules conservant une morphologie similaire à celle des cellules témoins (Fig. 5). Les cellules HeLa infectées par CVB3 étaient condensées et libéraient de la monocouche, mais ne présentaient aucun blébulage membranaire 10 h après l’infection (Fig. 5). Blocage de l’activité caspase par ZVAD.la fmk à des concentrations allant jusqu’à 200 µM n’a pas altéré le phénotype cytopathique même si le clivage des substrats (DFF et PARP) a été inhibé.

Une caractéristique classique des virus de la famille des Picornaviridae est le CPE cellulaire suivant l’infection. Depuis la découverte d’une technique de culture cellulaire extraneurale pour la multiplication du poliovirus (17), des modifications dégénératives de la morphologie cellulaire ont été notées. D’abord décrit par Robbins et al. (48) en 1950, ces changements cytopathiques comprennent le retrait nucléaire, la condensation de la chromatine, l’arrondi cellulaire et la libération de la monocouche, avec éventuellement une progression vers le cytoplasme acidophile, la pyknose nucléaire et la fragmentation de la chromatine nucléaire (caryorrhexie) (47).

La compréhension récente des mécanismes de mort cellulaire ouvre la voie à l’examen des protéines de mort cellulaire de l’hôte et de leur rôle possible dans le CPE de l’infection à CVB3. De nombreux virus inhibent ou activent la mort cellulaire, des stratégies qui transmettent des aspects distinctifs de la lésion cellulaire, des réponses inflammatoires ou de la persistance virale. Comme indiqué ci-dessus, des études antérieures sur le picornavirus ont révélé les caractéristiques morphologiques de la mort cellulaire apoptotique, notamment le rétrécissement cellulaire, la fragmentation de l’ADN et la condensation nucléaire (21, 32, 47).

La caspase 3, une protéase à cystéine présentant une homologie avec la protéine Ced-3 (77) de Caenorhabditis elegans, est considérée comme l’une des protéines clés impliquées dans la phase d’exécution de la mort cellulaire. L’apoptose induite par de multiples stimuli, y compris le SAF, le TNF, l’étoposide, la staurosporine, la thérapie photodynamique, les rayonnements ionisants et le retrait du facteur de croissance, implique le traitement de la pro-caspase 3 et son activation ultérieure (15, 23, 30, 33, 51). À partir de 7 à 8 h après l’infection par CVB3, la pro-caspase 3 est appauvrie et les tests d’activation de la caspase ont démontré que cette protéine est clivée dans sa forme active. Plusieurs protéines peuvent activer la caspase 3, dont la caspase 8 (via la signalisation par les récepteurs du TNF ou du SAF) (55), le granzyme B des lymphocytes cytotoxiques (62) et la caspase 9 (via la libération du cytochrome c mitochondrial et l’assemblage de facteurs d’activation de la protéase apoptotique) (36). Une fois activée, la caspase 3 peut dégrader des substrats spécifiques, ce qui entraîne à son tour des altérations structurelles et une perte de régulation homéostatique des processus cellulaires. Il a été démontré que de nombreuses protéines sont clivées par des caspases activées. Conformément à l’activation de la caspase 3, le PARP et le DFF sont clivés à la suite d’une infection à CVB3. L’activation de la caspase et la fragmentation de l’ADN sont directement liées par le clivage de DFF(37). Le DFF est un facteur cytosolique humain constitué de deux sous-unités de 45 et 40 kDa, dont la plus grande est dégradée en polypeptides plus petits par la caspase 3. Dans des études récentes d’Enari et al. (16) en utilisant des cellules de lymphome murin, une endonucléase, la DNase activée par la caspase (CAD), a été isolée. L’équivalent murin de la protéine DFF a été isolé et appelé inhibiteur de la CAD (50). Le clivage de la Caspase 3 de l’inhibiteur de la CAD (DFF) permet la translocation nucléaire de la CAD et la dégradation de l’ADN. Le DFF est clivé à partir de 9 h après l’infection, ce qui donne un fragment de 30 kDa (Fig. 3) qui peut être ensuite traité en un fragment de 11 kDa (37). Le PARP est situé dans le noyau et est impliqué dans la réparation de l’ADN. Le clivage du PARP commence à 9 h après l’infection, ce qui suggère qu’une fois que les caspases sont activées dans le cytosol, elles sont capables d’accéder aux substrats localisés dans le noyau.

À noter, l’inhibition de la caspase par l’inhibiteur général de la caspase ZVAD.la fmk n’a pas empêché le CPE induit par CVB3 à la suite d’une infection. Entre 6 et 7 h après l’infection, le CPE est devenu apparent par microscopie de contraste dans notre modèle d’infection CVB3. Le temps entre l’infection et l’apparition du CPE, tel qu’observé par microscopie de contraste, était constant à ZVAD.concentrations fmk de 50 à 200 µM. En plus de ne pas affecter le temps de CPE, ZVAD.le traitement par fmk a abouti à des cellules dont l’aspect morphologique est similaire à celui des cellules infectées non traitées (Fig. 5). Nous avons utilisé le traitement par BPD-MA et la lumière comme méthode alternative pour induire l’apoptose dans les cellules HeLa (22, 23). Inhibition de l’activation de la caspase avec l’inhibiteur ZVAD.la fmk a empêché le phénotype apoptotique (Fig. 5). À partir de ces résultats, nous concluons que l’activité de la caspase et le clivage des substrats ne tiennent pas compte du CPE caractéristique associé à l’infection à picornavirus mais sont activés à la suite des changements morphologiques.

Le point d’intersection du cycle réplicatif viral et de l’activation de la voie de mort de la cellule hôte reste à déterminer. L’infection à Picornavirus entraîne rapidement une inhibition de la synthèse de l’ARN cellulaire et des protéines (19, 74). Les premières études sur les relations entre les altérations métaboliques induites par le picornavirus et le CPE induit par le virus ont indiqué que l’inhibition de la synthèse des protéines et de l’ARN n’était pas directement liée aux modifications morphologiques cellulaires (4). Les inhibiteurs de synthèse des protéines et de l’ARN ont retardé la mort cellulaire, mais les cellules ont présenté moins de changements morphologiques que les cellules infectées par le picornavirus (5). L’inhibition de la synthèse des protéines et de l’ARN avec l’un des agents multiples, tels que l’actinomycine D, la puromycine et la toxine diphtérique, entraîne une apoptose (39). Les premières études effectuées dans les systèmes d’infection à poliovirus ont montré que la puromycine, un inhibiteur de la traduction des protéines virales ainsi que des protéines hôtes, retarde l’apparition des modifications cytopathiques, suggérant que certaines protéines virales peuvent être directement cytotoxiques (4). L’augmentation du MOI conduit à un début plus rapide du CPE (observations non publiées), bien que presque toute la traduction des protéines de l’hôte soit coupée dans les 3 h à un MOI relativement faible (25) tel que celui utilisé dans cette étude (MOI = 5). Récemment, il a été montré que la protéine 2B codée par le coxsackievirus et le poliovirus s’associe à des fractions membranaires cellulaires, y compris le plasmalemme et le réticulum endoplasmique, et perturbe le mouvement des ions, y compris le mouvement du Ca2 + vers le cytosol (1, 67). L’influx de Ca2+ se produit dans l’apoptose (7, 44), mais il n’est pas clair si l’influx se produit avant ou après l’activation de la caspase. En examinant les besoins ioniques des caspases, il a été déterminé que la concentration en ions calcium a peu d’effet sur l’activité des caspases (56). Un afflux précoce de calcium suite à une infection à coxsackievirus pourrait résulter de l’influence de la protéine 2B sur la perméabilité membranaire, et l’important afflux tardif de calcium observé (> 6 h après l’infection) (67) pourrait être un effet en aval de l’activation de la caspase.

Pendant les premières phases de l’infection, il serait avantageux que le virus inhibe la mort des cellules hôtes, permettant ainsi une production maximale de descendance virale. Aux derniers stades du cycle de vie viral, il serait également bénéfique pour le virus d’induire une apoptose plutôt qu’une nécrose. Un tel mécanisme de mort est un moyen potentiel d’évasion du système immunitaire de l’hôte par le virus lors de sa libération dans les tissus environnants. L’apoptose est caractérisée par la phagocytose rapide des cellules affectées sans libération de cytokines pro-inflammatoires (53).

Il a été démontré que les virus interagissent à différents niveaux de la voie apoptotique. Plusieurs gammaherpesvirus (y compris l’herpèsvirus humain 8 associé au sarcome de Kaposi) ainsi que le virus tumorigène du molluscum contagiosum contiennent des protéines inhibitrices de FLICE qui interagissent avec la protéine adaptatrice Fas FADD et sont en compétition pour inhiber le recrutement de la caspase 8 et son activation ultérieure (61). L’expression du virus de la variole de vache serpin CrmA bloque l’activation médiée par la caspase 8 des caspases en aval telles que la caspase 1 et la caspase 3 (55). Les protéines IAP (pour inhibiteurs de l’apoptose) constituent une famille de protéines, exprimées par les baculovirus, qui bloquent l’apoptose induite par une infection virale ou par la caspase 1 (78). De plus, plusieurs homologues viraux de la famille de protéines Bcl-2 ont été découverts (2, 8, 20, 70). L’adénovirus (9, 20, 57), le virus de la peste porcine africaine (41) et le virus d’Epstein-Barr (26, 41, 59) codent des protéines (E1B-19K, LMWS-HL et BHRF1, respectivement) qui présentent une homologie de séquence avec des gènes pro-survie de la famille Bcl-2.

L’identification des protéines virales qui induisent directement l’apoptose n’est pas aussi largement documentée que celle des protéines virales qui inhibent la mort cellulaire. Le virus de l’immunodéficience humaine des lentivirus et le virus de la leucémie à lymphocytes T humains de type 1 codent les régulateurs de transcription Tat et Tax, qui augmentent l’expression du ligand Fas tout en diminuant l’expression des membres de la famille Bcl-2 (79, 80). Les produits des gènes E1A, E3 et E4 codés par l’adénovirus humain provoquent la mort cellulaire après l’expression en culture cellulaire. Les gènes induisant la mort de l’adénovirus sont exprimés tardivement dans le cycle de l’infection et finissent par submerger les gènes inhibiteurs de la mort codés par le virus (38).

Nos données démontrent que l’activation de la caspase 3 suit, plutôt que précède, les changements morphologiques dégénératifs induits par CVB3 dans les cellules HeLa infectées. Les caspases activées traitent des substrats spécifiques, y compris le PARP et le DFF. Cependant, l’inhibition de l’activité de la caspase n’élimine pas l’aspect morphologique (CPE) des cellules infectées par le virus, tel que déterminé par microscopie de contraste. Le traitement de la caspase et le clivage des substrats peuvent être importants dans l’altération finale des processus homéostatiques normaux dans les cellules infectées et peuvent faciliter la clairance finale des cellules infectées par le virus. Les protéases virales 2A, 3C et 3CD peuvent cliver des protéines structurales spécifiques, entraînant des altérations morphologiques compatibles avec le CPE, de manière analogue à l’action des caspases, qui clivent des substrats séparés pour obtenir un phénotype apoptotique distinct.

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