結果
小腸の形質細胞様樹状細胞の特性評価。我々は、上皮（上皮内、IE）およびLPに位置する免疫細胞を腸から単離するための標準的な手順を適用した。
我々は、上皮に位置する免疫細胞を腸から単離す 両方の細胞調製物において、本発明者らは、全ての細胞の最大１％を占めるＣｄ１ １Ｃ＋Ｂ２ ２ ０＋Ｌｙ６ｃ＋細胞の別個の集団を見出した。 ＰＤＣとは対照的に、骨髄性（ｍ）ＤＣ（Ｃｄ１ １Ｃ＋ＭＨＣＩＩ＋ＣＤ３−Ｂ２ ２ ０−Ｌｙ６Ｃ−）は、ＩＥ調製物中に非常に低い数でのみ存在した（図３）。 1A）。 ＬＰ調製物およびＩＥ調製物の両方のＰＤＣは、低レベルの表面ＭＨＣクラスＩ Ｉ発現を示した（図１ ０Ａ）。 1A）。 さらなる分析は、両方の調製物のＣｄ１ １Ｃ＋Ｂ２ ２ ０＋Ｌｙ６Ｃ＋細胞が、ＰＤＣマーカー ＰＤＣＡ１および１ ２ ０Ｇ８を均一に発現することを明らかにした（図１）。 1B）。 ソートされたpDC（Cd11C+B220+Ly6C+）およびie調製物の骨髄DC（mDC）からのサイトスピンは、pDCの丸く滑らかな形質細胞様形態を明らかにしたが、mDCは特徴的な樹状突起を示した（図10A）。 1C）。 腸内のpDCの局在をさらに特徴付けるために、我々は免疫組織学において抗B220、抗120G8、および抗CD3mAbを適用した。 顕微鏡写真を切片から無作為に採取し、図１ ０に示すようにした。 図１Ｄを参照して、画像分析（分析；Ｏｌｙｍｐｕｓ，Ｈａｍｂｕｒｇ，Ｇｅｒｍａｎｙ）を使用して、上皮細胞に対する１ ２ ０Ｇ８＋Ｂ２ ２ ０＋ＣＤ３−細胞の位置を決定した。 ≥150pDCの位置を評価すると、我々は、これらの細胞の4.9％が上皮細胞層内に明確に位置していたのに対し、別の6.7％が上皮細胞の先端から5-10μ mの距離内に位置していたことを観察した（図10）。 1D）。 これらのデータは、一定量のＰＤＣが腸上皮内または腸上皮の近くに位置するのに対し、分析された細胞の８ ０％が距離に位置していたことを示す。＜ｄｉｖ ｉｄ＝「ｅｆ６ ２ ６ ３ ７ ３ａ４」＞＜／ｄｉｖ＞１ ５μ ｍであり、これによりＬＰ細胞となる（図１ ０Ａ）。 1D）。 標準的な単離手順に従ってＩ ｅおよびＬＰ調製物中に同様の数のｐｄｃが存在していたので、ＬＰのｐｄｃがＩ ｅ調製物を汚染するか、または上皮に位置するｐｄｃがより効率的に単離されるかどうかは現在不明である。 我々はほとんどIEの準備内の任意のmDCを見つけるので、我々は後者の可能性を支持します。 しかし、両方の集団が異なる機能を果たすか、または共通の細胞集団に属するかどうかは依然として決定されていない。 ＩＥ調製物のｐｄｃは，ＬＰ調製物のｐｄｃとは対照的に，むしろ穏やかな手順によって単離することができるので，ＩＥ調製物のｐｄｃのみを本研究では機能的アッセイのために使用した。
マウスの小腸における形質細胞様DCの表現型。 （Ａ）小腸のＩ ＥおよびＬＰ調製物の細胞を、ＣＤ３、Ｃｄ１ １Ｃ、Ｂ２ ２ ０、ＭＨＣＩＩ、およびＬｙ６Ｃに特異的な抗体で染色した。ＣＤ３−細胞を、Ｂ２ ２ ０およびＬｙ６Ｃの発現について分析した（左）。 ＭｈｃｉｉおよびＣｄ１ １Ｃの発現は、Ｌｙ６Ｃ＋Ｂ２ ２ ０＋（青のボックス、中央）およびＬｙ６Ｃ−細胞（赤のボックス、右）について示されている。 （Ｂ）発現ＰＤＣマーカー。 Ｉ ＥおよびＬＰ調製物のＰＤＣ（Ｃｄ１ １Ｃ＋、Ｂ２ ２ ０＋、およびＬｙ６Ｃ＋）を、示されるように、ＰＤＣＡ−１または１ ２ ０Ｇ８（実線）またはアイソタイプ対照（陰影領域）について染色した。 （Ｃ）フローソートされたＭｄｃおよびＰＤＣのサイトスピンを、Ｈ＜ｄｉｖ ｉｄ＝「４ ９ ７ｅｄｅｄ９ ４ｃ」＞＜／ｄｉｖ＞Ｅ（ＰＤＣ：ＣＤ３−Ｃｄ１ １Ｃ＋Ｂ２ ２ ０＋Ｌｙ６Ｃ＋；ＭＤＣ：ＣＤ３−Ｃｄ１ １Ｃ＋Ｂ２ ２ ０−Ｌｙ６Ｃ−）で染色した。 （スケールバー：10μ m。）二つの実験のいずれかからの代表的なデータを示した。 （Ｄ）小腸絨毛のクライオスタット切片を、核（ｄａｐｉ、白色）、Ｂ２ ２ ０（青色）、ＣＤ３（緑色）、および１ ２ ０Ｇ８（赤色）について染色した。 左上の顕微鏡写真の黄色のバーは、上皮層に対するpDC（120G8+B220+）の位置決めがどのように決定されたかを示している。 （右上）上皮に対する分析された150pDCの距離分布。 （中および下）示されているように距離を有する個々のpDCの位置決めの例。 （スケールバー：10μ m。)(E)IEおよびLP調製物のpDCのフローサイトメトリー分析。 細胞を、示されたように抗体（実線）またはアイソタイプ対照（網掛け領域）で染色し、ＰＤＣ（Ｃｄ１ １Ｃ＋、Ｂ２ ２ ０＋、およびＬｙ６Ｃ＋）上でゲートした。 それぞれ２〜６匹のマウスからプールされた細胞を用いた４つの独立した実験からの代表的なデータを示す。
腸のpDC上のCCR9式。pDCの腸への移動を可能にする分子機構を同定するために、ホーミング分子の発現を分析した。 それはよくインテグリンaE（CD103）は、腸内の上皮細胞へのリンパ球の接着を仲介することが確立されているが、我々は腸pDC上のこのインテグリンの発現を同定 同様に、ＣＣＲ７（図３）。 図1E)に示すように、末梢リンパ器官へのリンパ球のホーミングに本質的に関与しているが、腸のpDCによって発現されていない。 対照的に、本発明者らは、高レベルのＣＤ１ ８（β２−インテグリン）および中間レベルのα４β７を観察したが、ＰＤＣの≧５ ０％がＰ−セレクチンリガンドを発現した（図 1E）。 興味深いことに、大部分の腸ＰＤＣは、多量のケモカイン受容体ＣＣＲ９を発現した（図１ ０Ａ）。 ＬＰのＭＤＣは、ＮＯまたは低レベルのＣＣＲ９を発現した。異なるリンパ器官から単離されたpDCのCCR9発現。
腸pDC上のCCR9の均一な発現を考慮して、我々は脾臓、皮膚排水LN、腸間膜LN、およびパイアーのパッチを含む二次リンパ器官から単離されたpDC上のCCR9の発現 高レベルのＣＣＲ９を発現することが知られているＣＤ４＋ＣＤ８＋胸腺細胞を陽性対照として使用した（１ １）；図２Ａ）。 2B）。 興味深いことに、これらの器官のいずれかに存在するＰＤＣの一部のみがＣＣＲ９を発現した（図１ ０Ａ）。 ＢＭから単離されたＰＤＣの９ ５％以上がこの受容体を担持した（図２Ａ）。 2C）。 ほとんどのＢＭ ＰＤＣは、ＣＣＲ５およびＣＸＣＲ３も発現するが、ＣＣＲ２は、細胞の約２ ５％にのみ存在する。 細胞をＢ Ｍに保持することが知られているＣＸＣＲ４は、非常に弱く発現されるだけである（図１ ０Ｂ）。 2C）。 一緒に、これらのデータは、pDCがBMから放出される前に様々なケモカイン受容体を備えていることを実証する。 この特徴は、おそらく炎症の場所だけでなく、炎症を起こしていない腸にもホーミングすることを可能にする。
Flt3L拡張pDCの走化性解析。BMと腸pDC上のCCR9の強い発現に基づいて、我々はこの受容体（12）の唯一の既知のリガンドであるケモカインCCL25/TECK、に向かってpDCとmDCの遊走能力を比較した。 ＰＤＣの頻度は、異なるマウス株間で変化し、例えば、Ｃ５ ７ＢＬ／６（Ｂ６）マウスは、１ ２ ９ＳＶマウスよりもはるかに少ないＰＤＣを有することがよく知られている（１ ３）。 しかし、遺伝的背景にかかわらず、マウス組織から単離することができるpDCの数は、標準的なin vitro走化性アッセイを実施するには不十分である。 この制限を克服するために、本発明者らは、Ｂ６マウスにＦｌｔ３−Ｌ分泌腫瘍細胞株（Ｂ１ ６−ＦＬ）を１ ４日間移植することにより、ＩＮ ｖｉｖｏでＤＣ集団を拡大した（１ ４）。この期間中、脾臓に存在するCd11C+細胞の割合は3％から30-35％に増加した（データは示されていない）。
この期間中、脾臓に存在するCd11c+細胞の割合は3％か インビボで拡大されたＰＤＣの８ ０％がＣＣＲ９を発現し、ＢＭ ＰＤＣ上に存在するレベルと非常に類似したレベルであった（図１ ０Ａ、１ ０Ｂ、１ ０Ｃ、１ ０Ｃ）。 図2Cおよび図2cおよび図2c。 （図４Ｃ）一方、ｉｎ ｖｉｖｏで拡大ＭＤＣは、この受容体の少量のみを発現した（図４Ｃ）。 6B）。 脾臓ＰＤＣを、Ｃｄ１ １Ｃ＋ＭＡＣＳ選別によって濃縮し、１ ５％以下のＬｙ６Ｃ＋Ｂ２ ２ ０＋ＰＤＣを含有するＣｄ１ １Ｃ＋細胞について９ ５％の純度を得た。 In vitro transwellマイグレーションアッセイは、CCL25だけでなく、CXCL9、cxcr3のリガンドとCXCR4のリガンドであるCXCL12へのpdcの強い走化性応答を明らかにした。 唯一の弱い応答は、CCR19のリガンドとして機能するCCR7に向かって観察されました。 ＭＤＣは、ＣＣＬ２ ５およびＣＸＣＬ９に対する走化性応答をほとんど示さず、ｃｘｃｌ１ ２およびＣＣＬ１ ９に対する中程度の応答を示した（図１）。 3A）。
CCR9リガンドCCL25に対するpDCの走化性応答。 （Ａ）Ｂ６マウスをＦｌｔ３Ｌ分泌腫瘍細胞で１ ４日間処理することにより、ＤＣをｉｎ ｖｉｖｏで拡張した。 異なる濃度のＣＣＬ２ ５、ＣＸＣＬ９、ＣＸＣＬ１ ２、およびＣＣＬ１ ９に対する脾臓ＰＤＣおよびＭＤＣの走化性活性を分析した（開放カラム、ＭＤＣ；黒色カラム、ＰＤＣ；平均＋ＳＤ；ｎ＝４個の独立した実験 （Ｂ）ＣＣＲ９欠損マウスにおける腸ＰＤＣの欠如。 鼠径ＬＮ（ＩＬＮ）、腸間膜ＬＮ（ＭＬＮ）、脾臓（ＳＰ Ｌ）、ＰＰ、およびＢ６およびＣＣＲ９欠損マウスからの小腸のＩ ＥおよびＬＰ調製物から単離されたＰＤＣの割合（左）および数（右）が示されている。 円は個々のマウスのデータを表し（n=3）、棒は平均値を示します。 同様の結果は、混合遺伝的背景（BALB/c129SV;遺伝子型あたりn=20マウス）上のマウスを使用して四つの追加の実験で得られた。
CCR9欠損マウスの小腸におけるpDCの数を減少させた。
これらの観察に基づいて、我々はCCR9欠損マウスにおけるpDCの分布を特徴づけた。 本発明者らは、肺および肝臓において同様の割合のＰＤＣを見出した（ＳＩ図１ ０Ａ）。 7)鼠径および腸間膜リンパ節と同様に、脾臓pDCの数はCCR9−/−マウスでわずかに増加したのに対し。 対照的に、本発明者らは、腸の９ ０％の減少およびＰＰ ＰＤＣの５ ０％の減少を観察した（図１ ０Ａ）。 3B）。pDCは優先的に小腸に移行する。
pDCは優先的に小腸に移行する。
これまでに記載された知見に基づいて、pDCは小腸へのホーミングのためにCCR9を必要とする可能性が高いと思われた。 この仮説を証明するために、本発明者らは、Ｆｌｔ３−Ｌ分泌腫瘍を１ ４日間担持したＢ６およびＣＣＲ９−／−ドナーからの細胞を養子に移入した。 Ｆｌｔ３Ｌの影響下で、ＰＤＣは、Ｂ６およびＣＣＲ９−／−マウスにおいて同様の程度まで拡大した（図１ ０Ａ）。 図4AおよびSI図。 ＣＣＲ２、ＣＣＲ５、およびＣＸＣＲ３の発現に関して区別できなかったが、ＣＣＲ９はＢ６に由来するＰＤＣ上でのみ検出され、ＣＣＲ９欠損ドナーでは検出されなかった（図８）。 4C）。 さらに精製せずに、これらのドナーの脾細胞は、それぞれ5（6）-カルボキシフルオレセイン二酢酸N-スクシンイミジルエステル（CFSE）と5（6）-カルボキシテトラメチルローダミンN-スクシンイミジルエステル（TAMRA）で標識された。 等しい数のＰＤＣを含有するように調整されたＷ ＴおよびＣＣＲ９欠損細胞の混合物を、Ｂ６レシピエントに静脈内投与した。 移入の１ ８時間後、本発明者らは、まず、ＩＥおよびＬＰ調製物中に存在する養子に移入されたＷ Ｔ細胞の組成を分析し、ＩＥおよびＬＰ画分からそれぞれ回収された全 4B）。 これらの知見は、多様な細胞集団の中でpDCホームを最も効率的に腸に移したことを示している。 これらの競合的移動はまた、ＣＣＲ９欠損ＰＤＣが、Ｉ ＥおよびＬＰ調製物中に見出されるＣＣＲ９欠損対ＷＴ ＰＤＣの低い移動比によって反映されるように、腸への帰着能 4D）。 対照的に、ＣＣＲ９欠損およびＢ６ＰＤＣは、末梢リンパ節および腸間膜リンパ節に同様の効率で移行した（図１Ｂ）。 4D）。 Ｂ６細胞とＣＣＲ９−／−細胞との間で色素を交換することが同一の結果をもたらしたので、細胞標識の性質はこれらの実験に影響を及ぼさなかった（データは これらのデータは、pDCが腸への効率的なホーミングのためにCCR9を必要とすることを明確に示しているが、Flt3リガンド処理マウスからのpdcの人身売買特性は、生理的な状況下で存在するものとは異なる可能性があることに言及すべきである。
PDCの小腸へのCCR9依存ホーミング。 （Ａ−ＤおよびＦ）Ｂ６およびＣＣＲ９欠損マウスをＦｌｔ３Ｌ分泌腫瘍細胞で処理することにより、ＤＣをｉｎ ｖｉｖｏで拡大した。 （Ａ）Ｂ６ドナーの脾細胞を、ＰＤＣ（Ｂ２ ２ ０＋Ｌｙ６Ｃ＋）の存在について分析した。 （Ｂ）非精製ＷＴ Ｆｌｔ３Ｌ−拡張脾細胞をＣＦＳＥで標識し、レシピエントに静脈内注射した。 レシピエントのＩＥ（上部）およびＬＰ（下部）調製物中のドナー ＰＤＣの発生を１ ８時間後に分析した（ＣＦＳＥ＋細胞上のゲート）。 （ＡおよびＢ）示されたデータは、２つの独立した実験の５匹の動物についての代表的なものである。 （Ｃ）Ｂ６（上部）およびＣＣＲ９欠損マウス（下部）のＦｌｔ３Ｌ−拡張脾細胞中のＣＤ１ １＋Ｂ２ ２ ０＋Ｌｙ６Ｃ＋ＰＤＣを、示されるように、異なるケモカイン受容体の発現について染色 （Ｄ）Ｆｌｔ３Ｌ処理したＢ６またはＣＣＲ９欠損マウスから単離された脾細胞を、それぞれＣＦＳＥおよびＴＡＭＲＡで標識した。 細胞を等しい数のＰＤＣに調整し、Ｂ６レシピエントに１：１の比率で注射した。 18時間後、レシピエントが殺され、ドナー B6とCCR9欠損pDCの比率は、腸と鼠径（ILN）と腸間膜（MLN）リンパ節（平均+SD;n=5-9レシピエント）のレシピエントのIEとLP （Ｅ）ＷＴ（＋／＋）およびＣＣＲ９欠損（−／−）マウスに、１ ０μ ｇのｃ Ｔまたは生理食塩水を経口投与した。 １時間後、動物を死滅させ、小腸Ｉ Ｅ調製物中に存在するＰＤＣの数を決定した。 円は個々のマウスを表し、棒は平均値です。 同様の結果が二つの追加実験で得られた。 (F)FLT3L処理B6から単離されたCFSE標識脾細胞とFlt3L処理CCR9欠損マウスから単離されたTAMRA標識脾細胞を採用CCR9欠損マウスに1:1の比で移 18時間後、レシピエントを10μ gのCTで経口投与した。 １時間後、マウスを死滅させ、Ｉ ＥおよびＬＰ調製物から単離された標識Ｗ Ｔ（＋／＋）およびＣＣＲ９−／−（−／−）ＰＤＣの数を分析した。 円は個々のマウスを表し、棒は平均値です。pDCは炎症を起こした腸に募集されます。
pDCは炎症を起こした腸に募集されます。pDCは抗ウイルス免疫において重要な役割を果たすことが知られているため（4、10）、我々は、pdcが最初のライン防衛を強化するために炎症過程の間に腸に募集される可能性があると推測した。 コレラ毒素（CT）は、経口投与すると腸の炎症を誘発することが知られており、経口投与後2時間以内に一過性に腸に動員されたmDCの数が4倍に増加す 本発明者らは、Ｍｄｃに加えて、１ ０μ ｇのＣＴをＢ６マウスに給餌した場合、ＰＤＣ数も３倍増加することを観察した（図１ ０Ａ）。 4E）。 興味深いことに、同一の実験設定は、ＣＴ処置の１、２、または３時間後のＣＣＲ９欠損マウスのＩＥまたはＬＰ調製においても、ＰＤＣのいずれの増加ももたらさなかった（ 図4Eおよびデータは図示しない）。 炎症過程中の腸へのそれらの募集のためのpDC上のCCR9のための特定の要件は、上記のようにCTの適用に続いてCCR9欠損レシピエントへのWTおよびCCR9欠損pDCの養子転送によって確認された。 養子に移入されたＷ Ｔ ＰＤＣは、Ｉ ＥおよびＬＰ調製物中に十分に存在していたのに対し、ＣＣＲ９欠損ＰＤＣは、これらの区画からほぼ完全に除外された（図６Ｂ）。 4F）。 一緒に、これらの結果は、炎症事象の間にpDCが腸粘膜に動員され得ること、およびこの機構がCCR9に大きな拡張に依存することを示している。
LP骨髄DCの迅速な動員のための腸pDCの役割。最近、TLR7/8リガンドresiquimod（R848）の経口適用はLP DCの迅速な動員をもたらし、pDCによって放出される可能性のあるTnf Αがこのプロセスに関与しているこ したがって、我々は、腸のpDCが潜在的に隣接するmDCの動員を誘発するTnf Αの源である可能性があると推測した。 この仮説をテストするために、我々はIN vitroでR848と16時間のIEとLP調製物のB6pDCを刺激しました。 実際、ＰＤＣはかなりの量のＴｎｆ Αを分泌したが、検出可能な量のＩＬ−２、ＩＬ−４、ＩＬ−５、またはＩｆｎ Γを産生することができなかった（図３）。 5A）。 その後、R848の経口適用後のIN vivoでのLP mDCの動員を分析した。 一方、未処理のＢ６およびＣＣＲ９−／−マウスは、腸ＭＤＣの存在に関して異ならなかった（図１ ０Ａ）。 5B)、2時間以内に経口R848は、WTでmdcの≥60％の動員を誘導したが、CCR9−/−マウスではわずか10.8％であった。 重要なことに、ＣＣＲ９欠損マウスが、ｒ８ ４ ８の経口適用の１ ６時間前に、ｆｌｔ３Ｌ処置Ｗ Ｔドナーの脾ＰＤＣを静脈内投与されると、腸ＭＤＣ動員におけるこの欠損は、完全に救 5C）。 これらの実験は、pDCの腸へのCCR9依存ホーミングが、TLR7/8リガンドの経口適用後の腸mDCの迅速な動員に関与していることを示している。 ＬＰＳの適用は、ＬＰ ＭＤＣの動員も誘導することがラットモデルにおいて他の者によって示されているので（１ ７）、本発明者らは、５ ０μ ｇのＬＰＳ ｉ．ｐ．を、ＷＴおよびＣＣＲ９欠損 興味深いことに、これらの実験条件下で、本発明者らは、ＬＰ ＭＤＣの動員に関するＷ ＴおよびＣＣＲ９欠損動物の間のいかなる差異も観察できなかった（図１Ｂ）。 9).
図10に示すように、
5.
LP mDCの迅速な動員は、腸のpDCに依存しています。 （Ａ）ｒ８ ４ ８の非存在下（−Ｒ８ ４ ８）または存在下（＋Ｒ８ ４ ８）での１ ６時間のｉｎ ｖｉｔｒｏ刺激後のｉｅ（左）およびＬＰ（右）調製物の選別されたＰＤＣの上清からのサイトカインビーズアレイプロフ コントロール、細胞培養培地。 （Ｂ）未処理マウスのＬＰ ＭＤＣ（ＣＤ４ ５＋Ｃｄ１ １Ｃ＋Ｍｈｃｉｉｈｉｇｈ）の百分率（平均＋ＳＤ、群当たりｎ＝６）。 （Ｃ）ＷＴ（開放カラム）またはＣＣＲ９−／−マウス（黒色カラム）を、１ ０μ ｇのＲ８ ４ ８で経口投与した。 ２時間後、小腸のＬＰ中に存在するＭＤＣ（ＣＤ４ ５＋Ｃｄ１ １Ｃ＋Ｍｈｃｉｉｈｉｇｈ）の数を決定し、未処理のＷ Ｔ対照の百分率として表した。 Ｒ８ ４ ８処置の１ ６時間前にＭＡＣＳ精製Ｂ６ＰＤＣを静脈内投与したＣＣＲ９−／−マウス（平均＋ＳＤ；ｎ＝群当たり６〜１ １匹のマウス；ｎｓ、有意ではない；κ，ｐ＜ｄｉｖ ｉｄ＝”６ ５ ５ ８ ２ａ０ ４ ３ ４”＞＜／ｄｉｖ＞p>
LP mDCの迅速な動員は、腸のpDCに依存しています。 （Ａ）ｒ８ ４ ８の非存在下（−Ｒ８ ４ ８）または存在下（＋Ｒ８ ４ ８）での１ ６時間のｉｎ ｖｉｔｒｏ刺激後のｉｅ（左）およびＬＰ（右）調製物の選別されたＰＤＣの上清からのサイトカインビーズアレイプロフ コントロール、細胞培養培地。 （Ｂ）未処理マウスのＬＰ ＭＤＣ（ＣＤ４ ５＋Ｃｄ１ １Ｃ＋Ｍｈｃｉｉｈｉｇｈ）の百分率（平均＋ＳＤ、群当たりｎ＝６）。 （Ｃ）ＷＴ（開放カラム）またはＣＣＲ９−／−マウス（黒色カラム）を、１ ０μ ｇのＲ８ ４ ８で経口投与した。 ２時間後、小腸のＬＰ中に存在するＭＤＣ（ＣＤ４ ５＋Ｃｄ１ １Ｃ＋Ｍｈｃｉｉｈｉｇｈ）の数を決定し、未処理のＷ Ｔ対照の百分率として表した。 Ｒ８ ４ ８処置の１ ６時間前にＭＡＣＳ精製Ｂ６ＰＤＣを静脈内投与したＣＣＲ９−／−マウス（平均＋ＳＤ；ｎ＝群当たり６〜１ １匹のマウス；ｎｓ、有意ではない；κ，ｐ＜ｄｉｖ ｉｄ＝”６ ５ ５ ８ ２ａ０ ４ ３ ４”＞＜／ｄｉｖ＞p>
