a veleszületett immunrendszer myeloid kompartmentje számos sejttípusból áll, amelyek funkciói közé tartozik a sérült és apoptotikus sejtek eltávolítása, az antigén bemutatása, az immunszuppresszió és a gazdaszervezet védelme az idegen mikroorganizmusoktól.

a monociták a veleszületett immunrendszert alkotó sejtek erősen műanyag részhalmazát képviselik. Ezek a sejtek képesek áthaladni az érrendszeren, és specifikus citokineknek kitéve különböző sejttípusokra differenciálódnak. A keringő monocitákat nem klasszikus vagy klasszikus kategóriába sorolják, és a sejtfelszíni receptor expresszió mintázata alapján különböztethetők meg. A keringésben lévő klasszikus monociták CD14+++Hi/CD16−/lo-t mutatnak, és különösen a fertőzés vagy betegség helyszínein vannak jelen (1,2).

a keringésben lévő humán nem klasszikus monociták cd16+++Hi/CD14+/lo felületi expressziót mutatnak (1). Az aktiválás után a monociták számos morfológiai és biokémiai funkcionális változáson mennek keresztül, ami a monociták differenciálódását eredményezi új sejttípusokká, például makrofágokká (3).

a klasszikus aktivációnak nevezett paradigmában az emberi monociták fenotípusos plaszticitást mutatnak, amelyet a Th1 válasz—elősegítő citokin interferon-6-nak (IFN-kB) vagy tumor nekrózis faktor (TNF), valamint a endotoxin lipopoliszacharid (LPS) (4,5). Ez a klasszikus aktiválási mechanizmus M1 makrofágokat hoz létre, amelyek gyulladásgátló mediátorokat termelnek, amelyek védelmet nyújtanak a gazdaszervezetnek a baktériumok és vírusok ellen (6). A humán monociták m2 makrofágokká is differenciálhatók a Th2 választ elősegítő citokineknek, például az interleukin—10-nek (IL-10) és a transzformáló növekedési faktornak (TGF-KB) (4,7) való kitettség révén. Az M2 makrofágok a CD206 (mannóz receptor) és a CD163 magas szintjét fejezik ki, alacsony gyulladásgátló citokinszintet termelnek, és elősegítik a sebgyógyulást és a mátrix átalakulását.

a dendritikus sejtek (DCs) a monocita eredetű immunsejtek egy másik csoportja, amelynek feladata antigének bemutatása A T-sejtekhez, hogy adaptív T-sejt alapú immunválaszt indítsanak. A DC-k nagyrészt három alcsoportba sorolhatók: klasszikus (CDC), plazmacytoid (PDC) és monocita eredetű (modc). a CDC-k általában a nyirokszövetben, a lépben, a nyirokcsomókban és a csontvelőben találhatók. a PDC-k hasonlítanak a plazmasejtekre, és jellemzően a vérkeringésben találhatók (8). A monociták a granulocita makrofág kolónia stimulációs faktor (GM-CSF) és az IL-4 (9,10) expozíciót követően DCs-vé differenciálódhatnak, amelyeket gyakran monocita eredetű DCs-nek (modc) neveznek. beszámoltak arról, hogy a modc-k in vitro cd80, CD83, CD86 és CD1a sejtfelszíni markereket expresszálnak (11-13). Míg a modc-k különböznek a makrofágoktól a sejtek alakjában és működésében, számos sejtfelszíni antigén expressziója, köztük a CD11c, a CD206 és a CD1a (14).

számos csoport számolt be az emberi CD14 + monociták sikeres differenciálódásáról makrofágokká; ezen közzétett protokollok közül azonban sok különbözik egymástól. E módszerek között gyakori eltérés az IL-6 felvétele (15) vagy kihagyása (16). A protokollok közötti másik különbség a kezelés időzítése. A protokollok közötti következetesség hiánya problematikus.

ezeknek a kérdéseknek a kezelése érdekében megvizsgáltuk és összehasonlítottuk az IL-6 felvételét és kihagyását a citokin kezelésben, amelyet a közös humán monocita differenciálódási módszerekben használnak. Megállapítottuk, hogy IL-6 hiányában ezek a stratégiák alacsony homogenitású sejteket termelnek, amelyek kétértelmű kísérleti eredményeket hozhatnak. Másodszor, a probléma további kezelése érdekében új, szakaszos in vitro stratégiát dolgoztunk ki az IL-6 bevonásával. Megállapítottuk, hogy ez a stratégia nagymértékben javította az M1 és M2 makrofágok sejtes homogenitását, valamint a modc-ket, amelyek megkülönböztethetők voltak az emberi CD14+ monocitáktól. Ez a módszertani fejlesztés jobb modelleket biztosít a kutatók számára az immunrendszer és a betegségek állapotának vizsgálatához.

anyagok és módszerek

Sejtkészítmények

A Buffy coats-ot öt vagy több egészséges férfi donor teljes véréből gyűjtötték össze. A perifériás vér mononukleáris sejtjeit (Pbmc-ket) buffy coats-ból állítottuk elő Ficoll-Paque (1,077 g/mL sűrűség) (17-1440-02; GE Healthcare Bio-sciences, Piscataway, NJ) sűrűséggradiens centrifugálás 400 g-on 18 C-on 35 percig a vérkomponensek elválasztására. A sejteket többször megmossuk 1 db PBS-sel és megszámoltuk egy Nexcelom Cellometer Auto T4 plus cellaszámlálóval (Nexcelom Bioscience, Lawrence, MA). Miután megszámoltuk, a CD14 + monocitákat mágneses címkézéssel izoláltuk a Pbmc-kből MAB CD14 konjugált mikrogyöngyökkel (130-050-201; Miltenyl Biotec, San Diego, CA), majd mágneses oszlopokkal (130-042-401 és 130-042-302; Miltenyl Biotec) elválasztották a gyártó utasításai szerint, egy kivétellel: amikor CD14+ sejteket gyűjtöttek a mágneses oszlopból, a sejteket kezdetben 5 mL-es pufferrel öblítették ki, kizárólag a gravitációra támaszkodva (a mellékelt dugattyú használata nélkül). Az első 5 mL-es öblítést követően további 5 mL-es puffert adtak hozzá, majd a mellékelt dugattyú segítségével óvatosan öblítették le.

sejttenyészet

humán CD14+ monocitákat vetettünk be 2,0–3 sejtsűrűséggel.0 605 sejt / mL RPMI 1640 táptalajban 2 mM/L L-glutaminnal (Life Technologies, Frederick, MD) kiegészítve 10% hővel inaktivált FBS-sel (Sigma, Carlsbad, CA), 100 egység/mL penicillinnel (Life Technologies) és 100 mg / mL sztreptomicinnel (Life Technologies) kiegészítve 37 db 6% – os párásított CO2 inkubátorban. A sejtek M1 makrofágokká történő differenciálásához a citokineket GM-CSF (20 ng/mL) (PeproTech, Rocky Hill, NJ), IFN-6 (20 ng/mL), valamint endotoxin LPS (20 ng/mL). Az M2 makrofágok differenciálódásához használt citokinek a makrofág kolónia-stimuláló faktor (M-CSF), IL-4, IL-6 és IL-13 voltak 20 ng/mL koncentrációban (PeproTech). a modc-ket GM-CSF (100 ng/mL) és IL-4 (20 ng/mL) hozzáadásával állították elő. Az egyes stratégiák időzítését az 1.ábra ismerteti.

áramlási citometria

polarizált makrofágokat és DCs-ket tenyésztettünk 9 napon át 10 cm2-es edényeken (BD Falcon, Billerica, MA). A 9. napon a táptalajokat és a nem tapadó sejteket összegyűjtöttük; a tapadó sejteket 1 ~ PBS-sel mostuk, sejtdisszociációs pufferrel (Life Technologies) eltávolítottuk, majd hozzáadtuk az összegyűjtött táptalajhoz/nem tapadó sejtekhez, amelyeket meg kell mosni. A szuszpendált sejteket centrifugáltuk és kétszer megmossuk (1 db PBS, 0,5% BSA, 2 mM EDTA), megszámoltuk, majd fluorofórral konjugált primer antitestekkel inkubáltuk CD206 (FITC), CD36 (PE), CD163 (PE-Cy7), E-kadherin (AlexaFluor-488), CD86 (PE), CD1a (FITC), CD83 (PE), CD80 (PE), CD124 (PE) ellen, és cd64 (fitc) sötétben 45 percig, 4-nél C. A fluoreszcenciát egy S3TM sejtválogató (Bio-Rad, Hercules, CA) detektálta.

Endocytosis vizsgálat

A polarizált humán makrofágokat 4-lyukú kamrás üveglemezekbe (ma nunc Lab-Tek II, Thermo Scientific, Waltham, MA) vontuk be 3-as sűrűséggel.0-105 sejt / mL a 7.napon, és a fennmaradó 2 napig a megfelelő citokinekkel tenyésztették. A perilén-biszimid (PBI-12-Man) (17) kedves ajándék volt Ke-Rang Wang-tól a Hebei Egyetemen. A sejteket tenyésztettük 10 ~ g/mL PBI-12-Man-Val 30 percig 37 ~ C-n, majd 1 ~ ~ PBS-sel mossuk. A cellákat 70% etanollal rögzítették, és dapi-val (P36962; Life Technologies) szerelték fel. A PBI-12 ember endocitózisának vizualizálására a diákat 585 nm-en gerjesztették és bocsátották ki. A vörös fluoreszcencia képeket metafer slide scanning szoftverrel (MetaSystems, Boston, MA) számszerűsítettük. A statisztikai tesztelést a MATLAB R2015a szoftver (a Mathworks, Inc., Natick, MA). Rangösszegű teszteket végeztünk a minták közötti egyváltozós statisztikai szignifikancia tesztelésére.

immunfluoreszcencia

a makrofágokat a korábban leírt módszerekkel 7 napig differenciáltuk, majd a megfelelő citokinekkel átvisszük a nunc Lab-Tek II 4-kút üvegkamrás tárgylemezekre. A sejteket a következő 7 napban hagyták növekedni; 14 nappal a kezdeti bevonás után a sejteket 70%-os etanollal rögzítették, és dapi-val meghosszabbított gyémánt elhalványulásgátló közeggel szerelték fel. A sejteket fáziskontraszt és fluoreszcens mikroszkópia segítségével vizualizáltuk az EVOS FL Auto-n (Life Technologies).

eredmények és megbeszélések

stratégiák és feltételek az emberi CD14+ monocita differenciálódáshoz

azzal kezdtük, hogy felmérjük, mely stratégiák voltak a leghatékonyabbak az emberi M1 és M2 makrofágok, valamint a modc-k homogén populációinak előállításában. Humán CD14+ monocitákat izoláltunk és szövettenyészeti lemezekre vetettünk, hogy in vitro makrofágokká vagy modc-kké differenciálódjunk. Ezután három specifikus kezelési feltételt teszteltünk, hogy meghatározzuk azt a módszert, amely a legegyenletesebb makrofág és moDC populációkat eredményezte. Az első feltételhez sejteket tenyésztettünk csak GM-CSF vagy M-CSF hozzáadásával 9 napig (1.ábra). Ezt a feltételt “csak” – nak nevezik (1.ábra). A második kezelési stratégia az volt, hogy a sejteket a 0. napon folyamatosan kitették a megfelelő citokin miliőnek, az 5.napon feltöltötték a táptalajt, a citokineket és az LPS-t, és a 9. napon elemezték a sejteket. Ezt a feltételt “folytonos” – nak nevezik (1.ábra). A harmadik stratégia a CD14+ monociták GM-CSF-fel vagy M-CSF-fel történő stimulálása volt 5 napon keresztül, majd az LPS-t tartalmazó friss táptalaj hozzáadása az emberi M1 makrofágok és az összes alkalmazható citokinek számára egy adott kezelési csoportban (GM-CSF, IFN-6 és IL-6 az M1 makrofágok vagy M-CSF, IL-4, IL-13 és IL-6 Az M2 makrofágok esetében). Ezt a kezelési stratégiát “szakaszosnak” nevezték (1.ábra). CD14+ monociták kezelése 100 ng/mL GM-CSF-fel és IL-4-gyel 5 napon keresztül, és a táptalaj és az összes citokin helyettesítése az 5.napon generált modc-kkel. A modc-ket ezután IL-6-mal és LPS-sel stimuláltuk 24 órán keresztül az elemzés előtt (8.nap), hogy elősegítsük a DC érését és aktiválódását. Ezt a tenyésztési módszert “stimuláltnak” nevezték (1.ábra). Azokat a modc-ket, amelyek soha nem kaptak IL-6 és LPS expozíciót, “nem stimuláltnak” nevezték (1.ábra). 9 napos tenyésztés után a fent leírt speciális körülmények között elemeztük a sejtfelszíni receptor expressziót és a sejtfunkciót.

az IL-6 expozíció növeli az M2 polarizációs hatékonyságot in vitro

korábbi vizsgálatok kimutatták, hogy a citokin IL-6 makrofág expozíciója nemcsak torzítja a monociták differenciálódását a dendritikus sejttől a makrofág fenotípusig, hanem az IL-6 expozíció növeli az M2 makrofágokhoz kapcsolódó mRNS expressziós profilt is (15,18). Ezen eredmények megerősítésére és az IL-6 M1 és M2 polarizációra gyakorolt hatásának tesztelésére humán CD14 + monocitákat kezeltek folyamatos és szakaszos tenyésztési körülmények között IL-6-mal vagy anélkül. Az M2 makrofág felületi marker expressziójának vizsgálata az M1 differenciált sejtekben nem mutatott szignifikáns változást, ha IL-6-mal tenyésztették (2.ábra), ami arra utal, hogy az IL-6 kezelés nem shunt M1 polarizált makrofágok felé M2 fenotípus.

ezzel szemben a folyamatos és szakaszos m2 makrofág tenyészcsoportok elemzése azt mutatta, hogy az IL-6 kezelés fokozta az M2 makrofág felszíni markerek expresszióját. Az M2 makrofág populációkban mind a CD206, mind a CD36 expressziója magas maradt, és változatlan maradt, amikor IL-6-nak volt kitéve (2., A és B ábra). A CD163 és az E-kadherin azonban szignifikáns növekedést mutatott a felszíni expressziós szintekben és a populáció homogenitásában, amikor IL-6-mal kezelték (2., C és D ábra). Ezt bizonyítja az alacsony expressziójú CD163 és E-kadherin csúcsok csökkenése (piros nyilak a 2., C és D ábrán) és az ebből eredő elmozdulás egy homogén módon nagy expressziójú populáció felé.

az IL-6-ot gyakran használják moDC érés indukálására (18,19). Annak meghatározása érdekében, hogy az IL – 6 kezelés nemkívánatos modc-kat eredményezhet-e a makrofág-polarizált populációkban, Érett DC felületi marker (CD83) expressziót vizsgáltunk. Az áramlási citometriás elemzés kimutatta, hogy az M1 vagy M2 tenyésztési körülmények egyike sem mozdította elő a CD83 expressziójának jelentős növekedését (2e ábra). Ez arra utal, hogy ezekben a makrofág populációkban nem volt moDC-szennyeződés, vagy hogy a szennyező modc-k IL-6 érzéketlenek voltak.

A szakaszos polarizáció a kanonikus M1, M2 és moDC sejtfelszíni markerek fokozott expressziójához vezet

annak igazolására, hogy a humán CD14+ monociták teljes mértékben makrofágokká vagy modc-kké differenciálódtak a 9.napra, áramlási citometriát alkalmaztak a sejtfelszíni markerek elemzésére és a morfológiai különbségek értékelésére (3. ábra, A-C). Az emberi CD14 + monocitákat differenciáltuk (1. ábra) annak felmérésére, hogy melyik stratégia eredményezné a sejt típusú megfelelő felületi markerek magas expresszióját. Az egyes sejttípusokra egy sejtfelszíni markerekből álló panelt teszteltünk. Az M1 cellafelület-jelölő panel a CD86 és CD80 kanonikus markerekből állt (3.ábra, A-C). Az M2 makrofág panelhez CD206-ot, CD163-at, CD124-et (IL-4 receptor-6), E-kadherint és CD36-ot (B osztályú scavenger receptor) használtunk (3.ábra, A-C). A modc-khez CD83, CD86 és CD1a-t használtak. Az összes vizsgált marker felületi expressziós szintjét minden sejttípusra meghatároztuk (S1 kiegészítő ábra). A medián fluoreszcencia intenzitást (MPI) kiszámították, és a megfelelő, nem festett kontrollhoz viszonyított hajtásváltozásként mutatták ki (lásd a 3.ábra táblázatait).

érdekes módon az M2 sejtfelszíni markerek, CD36 és IL-4RA elemzése az M1 GM-CSF-csak polarizált makrofágokban drámai növekedést mutatott (3a ábra). Ha összehasonlítjuk a csak GM-CSF-vel kezelt sejteket az összes M1 kezelési csoporttal, a csak GM-CSF-csoportban szignifikánsan nagyobb volt a CD36 expressziója. Ezek a csak GM-CSF sejtek az M1-hez társuló cd86 és CD80 markerek alacsony szintjét is kifejezték. Hasonlóképpen, a folyamatos állapot olyan sejteket eredményezett, amelyek nemcsak alacsony CD86 és CD80, hanem magas CD36 és IL-4RA expressziót is eredményeztek. Ezzel szemben, amikor a humán CD14 + monociták differenciálódtak az M1 fázisú állapotban, a CD86 és a CD80 észrevehetően emelkedett, míg a CD36 és az IL-4RA expressziója alacsony maradt. A sejtfelszíni marker expresszió további áramlási citometriás elemzése azt mutatta, hogy az M1 makrofágok cd206, CD36 és CD163 expressziója alacsonyabb volt az M2 makrofágokéhoz képest mind szakaszos, mind folyamatos expozíció esetén (S1 és S4 kiegészítő adatok). Ezenkívül ezek a változatos tenyésztési körülmények eltérő morfológiai jellemzőkkel és szerkezettel rendelkező sejteket hoznak létre (3a.ábra). Míg a csak GM-CSF-vel kezelt sejtek nagyobbnak tűnnek, a forward scatter (FSC) adatok minimális méretbeli különbségeket mutattak a csoportok között (S2 és S3 kiegészítő adatok). A kezelési állapotok közötti belső komplexitás (SSC) összehasonlítása a granularitás növekedését mutatta a GM-CSF és a fázisú csoportokban (S2 kiegészítő ábra). Ezek az eredmények együttesen azt mutatják, hogy a csak GM-CSF és a folyamatos kezelés olyan sejteket eredményez, amelyek alacsony M1 markereket és bizonyos M2 markerek magas szintjét expresszálják, valamint morfológiai változásokat mutatnak.

az M2 makrofágok tenyésztési körülményei valamivel kétértelműbb eredményeket hoztak, mint az M1 makrofágok tenyésztési körülményei (3b.ábra). A csak M-CSF-et tartalmazó csoporthoz képest a fázisos és folytonos csoportok a CD206 expressziós szintjének emelkedését mutatták. Ezzel szemben az IL-4Ra felületi szintje jelentősen magasabb volt csak M-CSF körülmények között, mind a folyamatos, mind a szakaszos viszonyokhoz képest. Az E-kadherin expresszió egységes maradt a csoportok között, míg a CD163 szignifikánsan magasabb volt mind a csak M-CSF, mind a fázisú csoportokban. A megjegyzés egyik megfigyelése az, hogy a folyamatos expozíciós csoport következetesen sokkal kevésbé volt homogén a sejtfelszíni marker expresszió szempontjából. Ezt szemlélteti a hisztogramon található bimodális Eloszlás és az expressziós szintek nagy varianciája. Ezenkívül drámai morfológiai különbségek láthatók a kezelési csoportok között. A fáziskontraszt képek alapján a csak M-CSF-et használó csoport olyan sejteket hozott létre, amelyek kisebbnek és erősen szemcsésnek tűnnek (3b ábra). Az áramlási citometriás analízis azt mutatja, hogy ezek a sejtek hasonló méretűek (FSC), azonban a fázisos és folyamatos kezelési körülmények között növekszik a celluláris granularitás (S2 kiegészítő ábra). Végül a glutaminhiány megváltoztatta az M2 polarizációt, bizonyítva, hogy metabolikus termékekre van szükség e stratégia alapján (S5 kiegészítő ábra). Összességében ezek az adatok arra utalnak, hogy a szakaszos körülmények adják a legnagyobb hatékonyságot az M2 makrofág polarizációjához.

ezután megvizsgáltuk a modc-k felületi marker expresszióját, amelyeket nem stimuláltak vagy stimuláltak IL-6 és LPS 24 h az áramlási citometriás elemzés előtt. Az IL-6 és LPS stimuláció a CD80, CD83 és CD86 expresszió növekedését eredményezte (3C ábra). Az érett DC marker CD83 sejtfelszíni expressziója drámaian megnőtt az IL-6 és LPS alkalmazásával történő aktiváláskor a 8.napon az un-stimulált csoporthoz képest. Ez megerősítette, hogy az IL-6 és az LPS képes volt elősegíteni a dendritikus sejtek érését (S1L kiegészítő ábra). A CD1a expresszió egységes maradt az un-stimulált és stimulált csoportok között. Érdekes módon a stimulált DC-k felfüggesztésben maradtak, azonban úgy tűnt, hogy aggregálódni kezdenek és egymáshoz tapadnak (3C ábra). Ezek az eredmények megerősítik a moDC polarizációval kapcsolatos korábbi megállapításokat, és további kontrollt biztosítanak a felszíni marker elemzéshez a nem kívánt moDC populációk azonosítására a különböző makrofág tenyésztési körülmények között.

a fázisos citokin expozíció által generált m2 makrofágok M2-asszociált funkcióval rendelkeznek

a mannózreceptor (CD206) egy endocitikus és újrahasznosító receptor, amely nagymértékben expresszálódik m2 makrofág populációinkban szakaszos kezelési körülmények között. Ezután fel akartuk mérni a cd206 által közvetített endocita felvételt makrofágjainkban. Ezt PBI-12-Man, egy biokompatibilis szer alkalmazásával határoztuk meg, amely fluoreszkál a mannóz receptorhoz való kötődéskor (17). Az M1 és M2 makrofágok PBI-12-Man-nel történő 1 órás kezelését követően a PBI-12-Man vörös fluoreszcenciája túlnyomórészt intracelluláris volt az M2 makrofágokban szakaszos és folyamatos kezelési körülmények között (4., A és B ábra). Ez a megállapítás arra utal, hogy a sejtfelszíni kötődés a CD206-hoz és az endocitózis vezikuláris lokalizációt eredményez. Ez megegyezik az áramlási citometria korábbi adataival, amelyek kimutatták, hogy szakaszos kezelési körülmények között az M2 makrofágok a CD206 magasabb sejtfelszíni expresszióját mutatták az M1 makrofág populációhoz képest. Érdekes módon azt találtuk, hogy a csak GM-CSF sejtekben magas a PBI-12-Man endocitózis szintje (4., A és B ábra). Ez korrelál áramlási citometriai adatainkkal (2.ábra), amelyek kimutatták, hogy a csak GM-CSF tenyésztési körülmények M1 sejteket eredményeznek M2-vel társított felületi marker expresszióval. Összességében bebizonyítottuk, hogy ezek a sejtek rendelkeznek a makrofágok normális jellemzőivel, és hogy a CD206 funkcionális volt az M2 makrofág populációban.

14 napos tenyésztés után az M2 makrofágok is megmutatták az összeolvadás képességét, elérve a 200-at. Ezek hasonlítottak a többmagos óriássejtekre (Mngc-k), amelyekről azt jelentették, hogy fagocitikus és egyéb képességekkel rendelkeznek (20). Ezenkívül az Mngc-ket a szervezetben lévő idegen anyagokkal, a tuberkulózissal és a rákkal (20-23) társították. Ez a sejtfúzió kizárólag az M2 makrofág populációkban volt megtalálható, és sokkal jelentősebb volt az M2 fázisú állapotban. Míg a csak M-CSF-csoportokban volt néhány többmagvú sejt (4c ábra), méretük és számuk sokkal alacsonyabb volt, mint a fázisú csoporté. Tekintettel arra, hogy ezek a sejtek képesek elvégezni ezt a makrofághoz kapcsolódó funkciót, ezek az eredmények azt is jelzik, hogy a szakaszos tenyésztési körülmények erősen m2-szerű makrofágokat eredményeznek.

itt írtuk le a makrofág polarizáció újonnan kifejlesztett fázisos protokollját. Megállapítottuk, hogy az IL-6 beépítése és a szakaszos polarizációs kezelés időzítése abszolút kritikus fontosságú a legtöbb M1 – és M2-szerű makrofág létrehozásában in vitro. Ezt a megállapítást szigorúan tesztelték más polarizációs módszerekkel összehasonlítva. Ezért úgy gondoljuk, hogy a szakaszos polarizációs módszer jelentős előrelépést jelent. Ez a kutatók számára egységes kísérleti szabványokat biztosít a makrofágok homogén populációinak előállításához in vitro felhasználásra, valamint az eredmények összehasonlításának képességére. Bár ez a protokoll számos fejlesztést kínál a jelenlegi polarizációs stratégiákhoz képest, úgy gondoljuk, hogy az expozíciós idők és a citokin koktél további kutatása és optimalizálása hasznos lenne. Ez segít megérteni az M1 és M2 makrofágok összetett szerepét a betegség progressziójának különböző formáiban, és elősegíti az új terápiák fejlesztését.